Physiological and metabolomic analysis of Plantago asiatica L. in response to cadmium stress
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摘要:
本研究测定了镉（Cd）胁迫下车前（Plantago asiatica L.）超氧化物歧化酶（SOD）、过氧化物酶（POD）、过氧化氢酶（CAT）的活性以及还原型谷胱甘肽（GSH）的含量，以探明车前响应Cd胁迫的生理机制，并进一步利用代谢组学方法筛选差异代谢物，并进行代谢通路富集分析。结果显示，随着Cd浓度的升高，SOD和CAT活性显著下降，POD活性显著上升，且总体呈先上升后下降的趋势，而GSH含量没有显著变化。50 mg/kg Cd胁迫组（YT3）与对照组（YT0）之间的显著差异代谢物有78个，其中31个上调，47个下调，且差异代谢物主要集中在糖类和氨基酸类。差异代谢物主要富集到20条通路中，包括3条糖代谢途径和3条脂类代谢途径。
Abstract:In this study, the activities of superoxide dismutase (SOD), peroxidase (POD), and catalase (CAT) and content of reduced glutathione (GSH) in Plantago asiatica L. under cadmium (Cd) stress were determined to explore the biological mechanisms of P. asiatica in response to such stress. Metabolomics was further used to screen differential metabolites, and metabolic pathway enrichment analysis was conducted. Results showed that with the increase in Cd concentration, the activities of SOD and CAT decreased significantly, POD activity increased significantly, with an overall trend of first increasing and then decreasing. GSH content showed no significant differences. There were 78 metabolites showing significant differences between the 50 mg/kg Cd stress group (YT3) and control group (YT0), including 31 up-regulated and 47 down-regulated metabolites, mainly carbohydrates and carboxylic acids. The differential metabolites were mainly enriched in 20 pathways, including three glucose metabolism pathways and three lipid metabolism pathways.
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Keywords:
- Plantago asiatica /
- Cd stress /
- Physiological indexes /
- Metabonomics
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车前（Plantago asiatica L.）为车前科车前属植物，又名车轮菜。车前的化学成分类型多样，主要包括黄酮及其苷类、苯乙酰咖啡酰糖酯类、环烯醚萜及其苷类、三萜及甾体类、多糖类、挥发油类等，具有抗炎、抗菌等药理作用[1]。车前是药食两用中药材[2]，具有很大的发展前景。随着中药资源的进一步开发利用，我国“十四五”规划提出发展高质量中药材，强化中药质量安全监管，从源头加强中药原料的质量控制，促进中药质量提升，中药材的安全利用日益受到人们的关注。
受自然和人类活动的影响，重金属污染土壤、水、大气等环境，破坏了生态系统的稳定性，严重威胁了人类健康，重金属污染已成为全球关注的问题[3-5]。我国环境保护部2014年公布的《全国土壤污染情况调查公报》[6]显示，在被调查的多种重金属污染中，镉（Cd）点位超标率最高，数值达到7.0%。Cd是毒性最强的重金属之一，具有较强的化学活性、较大的移动性和持久的毒性等特点。Cd胁迫可影响植物正常生长发育，还可通过食物链进入人体，对人体的器官造成危害[7]。车前生长快，生物量大，对重金属具有吸附和富集作用，可用于重金属污染土壤的修复[8]。
代谢组学是一种新兴技术，能对植物所有低分子量代谢产物进行定性与定量分析[9]。常用的代谢组学分析检测技术有核磁共振（NMR）、气相色谱-质谱（GC-MS）、液相色谱-质谱（LC-MS）联用技术和毛细管电泳-质谱（CE-MS）联用技术等[10]。逆境胁迫下代谢物的变化是其基因与环境因素共同作用的结果，是生物体生理表型与体内生化水平的直接体现[11, 12]。代谢组学用于研究逆境胁迫下植物代谢组的差异，可解析特定胁迫条件下积累的差异代谢物及其主要富集代谢途径，为植物抵御逆境胁迫的调控机制提供理论基础[13]。与基因组学、转录组学及蛋白组学相比，代谢组学可更直观地解释植物应对外界胁迫的机制，已广泛用于研究逆境胁迫下植物代谢的变化[14-16]。
本研究运用生理学和代谢组学研究方法，对Cd胁迫下车前抗氧化物系统和代谢物含量进行分析，基于生理学指标明晰车前对Cd的抗性，并基于代谢组学数据筛选车前响应Cd胁迫的主要代谢物和关键代谢通路，揭示Cd胁迫下车前的代谢调控机制，以期为深入理解车前耐Cd的分子机理奠定基础。
1. 材料与方法
1.1 实验材料与设计
将车前种子（收集于新干县车前试验样地）播种于江西中医药大学神农园，在车前种植区采集0～20 cm土壤，风干过筛。江西中医药大学神农园土壤基本理化性质：pH值和有机质含量分别为4.6和1.97 g/kg；总氮、总磷和总钾含量分别为0.30、0.28和27.15 g/kg；有效氮、有效磷和速效钾含量分别为0.01、0.01和0.08 g/kg；Cd含量为0.92 mg/kg（农业和林业生产中保障植物正常生长的Cd临界值为1.0 mg/kg）。
将CdCl2·2.5H2O与过筛土反复混匀，配制成Cd浓度分别为3（YT1）、10（YT2）、50（YT3）和100 mg/kg（YT4）的基质后装入花盆（直径16 cm，高17 cm），对照组（YT0）未添加Cd。每盆培养基质约2.5 kg。土壤孵育一段时间后，将幼苗移栽到相应花盆中，每盆1株苗，每组3个重复，每个重复5株苗。生长15 d后采集车前叶片样本，测定其生理指标和代谢组数据。
1.2 生理指标与代谢组学数据测定
采用试剂盒法测定SOD、POD、CAT活性和GSH的含量。称取约0.1 g组织，加入1 mL提取液，进行冰浴匀浆。于4℃下8000 rpm离心10 min，取上清置冰上待测。按照试剂盒操作说明向各试管加入试剂后混匀，25℃水浴10 min，吸取上清液，以蒸馏水为空白对照，分别在470、560、240和412 nm波长下测定SOD、POD、CAT和GSH的吸光值。
精确称量样本50 mg于2 mL EP管中，准确加入0.5 mL乙腈∶异丙醇∶水（3∶3∶2，V∶V∶V）混合溶液（−20℃），加入3～4颗2 mm的锆珠；放入高通量组织研磨仪中，30 Hz震荡20 s，静置10 s，循环8次，冰水浴超声5 min；再次加入0.5 mL上述混合溶液（−20℃），冰水浴超声5 min；12 000 rpm离心2 min，取上清液500 μL加入到另一个2 mL EP管中，真空浓缩仪浓缩至尽干（8～10 h），剩余上清液放置−80℃冰箱备份；在浓缩尽干的样品中，加入80 μL的20 mg/mL的甲氧胺吡啶溶液复溶，涡旋震荡30 s，60℃孵育60 min；最后加入100 μL BSTFA-TMCS（99∶1）衍生化试剂，涡旋震荡30 s，70℃条件下孵育90 min，14 000 rpm离心3 min，取上清液90～100 μL加入到检测瓶中；样品放置于密封盅内暂存待测，并于24 h内完成GC-TOF上机检测。
过滤原始数据，过滤标准是去除无确定物质名称和无谱图比对相似性的数据。比对组样品中缺失数量大于50%的物质直接过滤，小于50%的使用K最近邻（K-Nearest Neighbor，KNN）算法[17]进行缺失值模拟（Missing value recoding）。利用每个样本的内标物质（Internal standard，IS）或总离子流（Total ion current，TIC）进行归一化[18]。原始数据经过预处理后185个Peak被保留。
1.3 数据分析
计算SOD、POD、CAT活性和GSH含量，单位分别为U/g、U/g、nmol·min·g−1和µmol/g。采用SPSS 21.0软件进行数据分析，采用单因素方差分析（One-way ANOVA）进行显著性分析。
运用无监督的主成分分析（PCA）[19]，观察YT0和YT3两组样本的总体分布。运用有监督的正交偏最小二乘判别分析（OPLS-DA）[20]，分析不同浓度Cd土壤对车前代谢物的影响。PCA、OPLS-DA分析和OPLS-DA模型检验均使用SIMCA-P 14.1软件[21]。同时结合单变量分析的P-value来进一步筛选出差异代谢物。
使用HMDB 数据库[22]（https://hmdb.ca/）、KEGG compound数据库[23]（https://www.kegg.jp/kegg/compound/）和KEGG pathway数据库[24]（www.kegg.jp/kegg/pathway.html）对差异代谢物进行KEGG注释。使用在线软件MetaboAnalyst 3.0[25]（http://www.metaboanalyst.ca/faces/moduleview.xhtml）对差异代谢物所在通路进行富集分析。
2. 结果与分析
2.1 Cd胁迫对车前抗氧化系统的影响
本研究发现（图1），随着Cd浓度的升高，YT1、YT2、YT3和YT4 4个处理中，SOD和CAT活性均较YT0显著下降；YT1与YT0处理中，POD活性差异不显著，其他处理与对照相比差异均达到显著水平，且总体呈先上升后下降的趋势；GSH含量在各处理中没有显著变化。
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图 1 车前在Cd胁迫下超氧化物歧化酶SOD（A）、过氧化物酶POD（B）、过氧化氢酶CAT（C）活性和还原型谷胱甘肽GSH含量（D）的变化YT0、YT1、YT2、YT3和YT4分别表示对照组及3、10、50、100 mg/kg Cd胁迫组。不同小写字母表示在0.05水平显著差异。Figure 1. Changes in SOD (A), POD (B), CAT (C), and GSH (D) in Plantago asiatica under Cd stressYT0, YT1, YT2, YT3, and YT4 represent CK, 3, 10, 50, and 100 mg/kg Cd stress groups, respectively. Different lowercase letters indicate significant differences at 0.05 level.2.2 差异代谢物筛选
采用PCA分析区分YT0和YT3两组代谢物图谱的差异（图2：A），发现两组样本可显著分开。PCA模型中样本全部处于95%置信区间（Hotelling’s T-squared ellipse）内，表明实验样本数据可信度高，具有统计学意义。
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图 2 PCA得分散点图（A）、PCA载荷图（B）、OPLS-DA得分散点图（C）以及OPLS-DA模型的置换检验结果（D）CK 和 TT 分别表示对照组和 50 mg/kg Cd 胁迫组。Figure 2. Scatter plot of PCA scores (A), PCA load plot (B), scatter plot of OPLS-DA (C), and OPLS-DA model permutation test results (D)CK and TT represent control and 50 mg/kg Cd stress groups, respectively.使用有监督的OPLS-DA模型，可以更准确地显示YT0和YT3两组之间的代谢差异。对照组样品主要分布在PC1的负半轴，YT0组样品主要分布在PC1的正半轴，说明该模型能够有效区分这两组车前样本（图2：C）。对OPLS-DA模型进行置换检验（图2：D），右侧初始OPLS-DA模型的Q2远大于左侧随机模型的Q2，说明OPLS-DA模型不存在过拟合，具有良好的可靠性。
通过GC-MS鉴定出185个代谢物，其中31个上调，47个下调。基于P < 0.05且VIP > 1，筛选两组样本间的差异代谢物[26]，共筛选出78个差异显著代谢物（图3、图4）。
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图 3 差异代谢物火山图Fold change：胁迫组和对照组车前差异标志代谢物含量比例。Figure 3. Volcano plot for differential metabolitesFold change: Proportion of metabolite concentrations in Plantago asiatica of Cd-stressed group compared to control group![]()
图 4 差异代谢物聚类热图颜色由蓝到红表示代谢物的表达丰度从低到高；每列代表1个样本处理，每个格子代表1种代谢物。Figure 4. Differential metabolite clustering heatmapColors from blue to red indicate abundance of metabolites from low to high. Each column represents one sample treatment, and each grid represents one metabolite.将差异代谢物划分为15个类和25个亚类（附表1
1 ），可以看出包含差异代谢物数量排名前两位的是有机氧化物和羧酸及其衍生物，并列排名第3位的是脂肪酰基类、异戊烯醇磷脂和有机氮化合物。排名前3的亚类为碳水化合物和碳水化合物结合物（主要是糖类）、氨基酸、多肽及其类似物和胺类。2.3 差异代谢物的KEGG 通路富集分析
KEGG富集分析结果显示（图5），差异代谢物主要富集到嘌呤代谢、丙酸代谢、半乳糖代谢、磷酸肌醇代谢等20条通路中。其中包含3条糖代谢途径（半乳糖代谢、果糖和甘露糖代谢以及戊糖和葡萄糖醛酸相互转化），3条脂类代谢途径（丙酸代谢、不饱和脂肪酸的生物合成和α-亚麻酸代谢）和2条核苷酸代谢途径（嘌呤代谢和嘧啶代谢）。
KEGG通路富集结果显示（表1），有7个差异代谢物（α-D-半乳糖、D-葡萄糖-1-磷酸、D-塔格糖、肌醇、异麦芽糖、D-半乳糖）被注释到半乳糖代谢通路上；6个差异代谢物（D-葡萄糖-1-磷酸、D-甘露酸盐、D-木糖酸盐、L-古洛糖酸、核糖醇和UDP-葡萄糖醛酸）被注释到戊糖和葡萄糖醛酸相互转化通路上；2个差异代谢物（D-阿洛糖和甘露醇）被注释到果糖和甘露糖代谢通路上；3个差异代谢物（2-羟基丁酸、羟基丙酮和β-丙氨酸）被注释到丙酸代谢通路上；3个差异代谢物（油酸、亚麻酸和硬脂酸）被注释到不饱和脂肪酸的生物合成通路上；1个差异代谢物（α-亚麻酸）被注释到α-亚麻酸代谢通路上；4个差异代谢物（甘氨酸、鸟嘌呤、L-谷氨酰胺和尿素）被注释到嘌呤代谢通路上；4个差异代谢物（L-谷氨酰胺、假尿苷、尿素和β-丙氨酸）被注释到嘧啶代谢通路上。
表 1 KEGG 通路富集详情Table 1. KEGG pathway enrichmentKEGG 通路
KEGG pathway代谢物数目
Number of metabolites通路 ID
Pathway IDP 值
P-value化合物
Compound嘌呤代谢 4 map00230 0.07 cpd:C00037甘氨酸
cpd:C00242鸟嘌呤
cpd:C00064 L-谷氨酰胺
cpd:C00086尿素丙酸代谢 3 map00640 0.14 cpd:C05984 2-羟基丁酸
cpd:C05235 羟基丙酮
cpd:C00099 β-丙氨酸半乳糖代谢 7 map00052 0.21 cpd:C00984 α-D-半乳糖
cpd:C00103 D-葡萄糖1-磷酸
cpd:C00795 D-塔格糖
cpd:C00137肌醇
cpd:C05400蜜二糖
cpd:C05400蜜二糖
cpd:C00984 α-D-半乳糖磷酸肌醇代谢 2 map00562 0.28 cpd:C03546 D-肌醇4-磷酸
cpd:C00137肌醇磷脂酰肌醇信号系统 2 map04070 0.28 cpd:C03546 D-肌醇4-磷酸
cpd:C00137肌醇果糖和甘露糖代谢 2 map00051 0.28 cpd:C01487 D-阿洛糖
cpd:C00392甘露糖醇不饱和脂肪酸的生物合成 3 map01040 0.36 cpd:C00712油酸
cpd:C06427 α-亚麻酸
cpd:C01530硬脂酸神经活性配体-受体相互作用 3 map04080 0.36 cpd:C00037甘氨酸
cpd:C00099 β-丙氨酸
cpd:C00334 4-氨基丁酸嘧啶代谢 4 map00240 0.40 cpd:C00064 L-谷氨酰胺
cpd:C02067假尿苷
cpd:C00086尿素
cpd:C00099 β-丙氨酸戊糖和葡萄糖醛酸相互转化 6 map00040 0.45 cpd:C00103 D-葡萄糖-1-磷酸
cpd:C00514 D-甘露酸盐
cpd:C00502 D-木糖酸盐
cpd:C00800 L-古洛糖酸
cpd:C00474核糖醇
cpd:C00167 UDP-葡萄糖醛酸色氨酸代谢 1 map00380 0.53 cpd:C05659 5-甲氧基色胺 硫胺素代谢 1 map00730 0.53 cpd:C00037甘氨酸 核黄素代谢 1 map00740 0.53 cpd:C00474核糖醇 光转导-果蝇 1 map04745 0.53 cpd:C01530硬脂酸 坏死性凋亡 1 map04217 0.53 cpd:C00319鞘氨醇 促性腺激素释放激素分泌 1 map04929 0.53 cpd:C00334 4-氨基丁酸 幽门螺杆菌感染中的上皮细胞信号传导 1 map05120 0.53 cpd:C00086尿素 细胞凋亡 1 map04210 0.53 cpd:C00319鞘氨醇 α-亚麻酸代谢 1 map00592 0.53 cpd:C06427 α-亚麻酸 阿卡波糖和有效霉素生物合成 1 map00525 0.53 cpd:C00103 D-葡萄糖 1-磷酸 3. 讨论
3.1 Cd胁迫对车前叶片抗氧化酶活性的影响
植物体内的抗氧化系统由SOD、CAT、POD、谷胱甘肽还原酶（GR）等抗氧化酶和GSH、抗坏血酸（AsA）等非酶类抗氧化物质共同组成[27]，可以有效地清除体内因环境胁迫而产生的活性氧自由基，使细胞免受活性氧的损害，提高植物的抗逆能力[28, 29]。
SOD能把O2•–转化为H2O2，POD和CAT则催化H2O2形成H2O，能有效阻止H2O2的积累；GSH是细胞内的主要抗氧化物质，具有强还原性，是多种抗氧化酶的底物，在植物耐受Cd胁迫过程中起重要作用[30, 31]。本研究发现，随着Cd浓度升高，车前SOD和CAT活性显著下降，POD活性显著上升，且总体呈先上升后下降的趋势，GSH含量则没有显著变化。这与曹莹等[32]的研究结果一致，随着Cd浓度升高，玉米（Zea mays L.）的CAT活性呈下降趋势。苦苣(Cichorium endivia L.)幼苗的SOD活性也随Cd含量的增加而逐渐下降[33]。而堇叶碎米荠（Cardamine circaeoides Hook. f. et Thoms.）随Cd胁迫浓度升高，SOD、POD、CAT活性先升后降[34]。植物抗氧化系统中各种酶的活性变化规律与植物种类、重金属种类、作用剂量和作用时间有关[35, 36]。
3.2 糖类和氨基酸是车前Cd胁迫下的主要差异代谢物
本研究发现，糖类和氨基酸为车前Cd胁迫下的主要差异代谢物，这些代谢物在车前抗重金属Cd胁迫过程中发挥重要作用。
糖类是参与植物能量代谢的主要物质，在植物生长发育和逆境反应中具有重要作用[34]。例如，水稻（Oryza sativa L.）通过提高糖含量来提高耐Cd性和减轻Cd毒害[37]，冬小麦（Triticum aestivum L.）通过蔗糖等碳水化合物的积累以及半乳糖代谢的调控来提高对Cd的适应能力[38]。碳水化合物在芥菜（Brassica juncea (L.) Czernajew）对Cd的胁迫，特别是对长期胁迫的响应中起着重要作用[39]。这与本研究类似，Cd胁迫下车前D-半乳糖和麦芽三糖的差异倍数均大于1.5，为上调较多的糖类。D-半乳糖和麦芽三糖等糖类可调节细胞渗透压，维持细胞的渗透平衡，同时通过提供生长发育所需的能量，提高植物抗逆性[40]，是车前响应Cd胁迫的重要代谢物。
氨基酸除蛋白质合成外，其代谢还与能量和碳水化合物代谢、碳氮平衡、激素和次生代谢、应激反应等密切相关[41]。特定氨基酸和氨基酸代谢衍生的次生代谢产物的积累与提高植物对逆境条件的耐受性有关[42-44]。这些结果与本研究一致，模式植物拟南芥（Arabidopsis thaliana (L.) Heynh.）在干旱、高温胁迫[45, 46]及Cd胁迫[47]下β-丙氨酸、4-氨基丁酸、甘氨酸含量均增加；蒺藜苜蓿（Medicago truncatula Gaertn.）细胞培养物在各种生物和非生物胁迫下β-丙氨酸水平升高[48]。非蛋白性氨基酸β-丙氨酸在植物生理代谢中具有重要作用，直接作为植物抵御低氧、涝、旱等逆境的防御化合物，间接作为泛酸和辅酶A的前体，参与多种功能[49]。β-丙氨酸作为辅酶A的前体，除了在磷脂的合成、脂肪酸的合成和降解以及三羧酸循环中具有重要作用，还在植物次生代谢过程中利用β-丙氨酸，包括木质素的生物合成[48, 50]。本研究中，4-氨基丁酸、β-丙氨酸、甘氨酸含量升高，说明氨基酸的积累可能是车前响应Cd胁迫的另一种重要方式。
3.3 Cd胁迫对车前糖代谢和脂类代谢的影响
本研究中，差异代谢物KEGG富集程度最高的20条通路中，这些代谢通路可能与车前耐Cd代谢途径有关。
糖代谢在整个植物代谢中处于中心位置，既提供能量、构建碳骨架，保障植物正常的生长和发育，又和植物体内脂类、蛋白质、核酸及次生物质等的代谢密切相关[51]。本研究中，糖代谢途径在筛选出的差异代谢途径中占比最高，且注释到糖代谢的差异代谢物数量最多。半乳糖代谢中的α-D-半乳糖、D-塔格糖和肌醇含量也呈现不同程度的升高，分别达到1.21、1.49和1.25倍。其含量的升高可为植株提供生长发育所需的能量，保护植物免受毒害，缓解Cd胁迫。
脂质代谢是植物体内的基本代谢之一，脂质既是细胞膜和植物组织器官表面的重要组成物质及保护性物质，也是重要的生理活性物质和信号分子，在植物生长发育和逆境响应过程中起重要作用[52, 53]。与本研究结果类似，半乳糖代谢和脂类代谢同样为冬小麦[38]响应Cd胁迫的关键代谢通路；西瓜（Citrullus lanatus (Thunb.) Matsum. et Nakai）在干旱胁迫下的差异代谢物主要注释到氨基酸类、脂类和碳水化合物代谢等途径中[54]。冬油菜（Brassica campestris L.）‘陇油7号’在低温条件下调节糖、氨基酸和磷脂类代谢水平适应环境[55]。本研究发现，被注释到不饱和脂肪酸生物合成通路的3个差异代谢物油酸、亚麻酸和硬脂酸的含量均下降，这与在芥菜[39]和伴矿景天（Sedum plumbizincicola X. H. Guo & S. B. Zhou ex L. H. Wu）[56]中的研究结果一致。而Cd胁迫下冬小麦[38]不饱和脂肪酸含量增加；秋茄（Kandelia obovate Sheue et al.）在极端低温胁迫下，富集到亚麻酸代谢通路和亚油酸代谢通路中的不饱和脂肪酸类均出现了上调[14]。这可能是由于植物对非生物胁迫的代谢反应受胁迫方式、胁迫强度和植物种类的影响。
综上所述，车前通过改变抗氧化酶活性和非酶类抗氧化物质含量响应Cd胁迫。我们利用代谢组分析，鉴定了大量参与车前Cd胁迫响应的关键生物通路的代谢产物，糖类和氨基酸是车前Cd胁迫下的主要差异代谢物。研究结果表明，车前在Cd胁迫环境下表现出各种适应策略，以糖类和脂类代谢途径为主共同抵御Cd胁迫，以减少自身的伤害。Cd胁迫下的车前可能通过改变糖、脂质代谢等途径中代谢物的含量，进而改变半乳糖代谢、不饱和脂肪酸的生物合成等代谢过程，此过程有助于维持细胞形态，平衡氧化胁迫，减少Cd对车前的毒害作用。
1 1）如需查阅附表内容请登录《植物科学学报》网站（http://www.plantscience.cn）查看本期文章。 -
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图 1 车前在Cd胁迫下超氧化物歧化酶SOD（A）、过氧化物酶POD（B）、过氧化氢酶CAT（C）活性和还原型谷胱甘肽GSH含量（D）的变化
YT0、YT1、YT2、YT3和YT4分别表示对照组及3、10、50、100 mg/kg Cd胁迫组。不同小写字母表示在0.05水平显著差异。
Figure 1. Changes in SOD (A), POD (B), CAT (C), and GSH (D) in Plantago asiatica under Cd stress
YT0, YT1, YT2, YT3, and YT4 represent CK, 3, 10, 50, and 100 mg/kg Cd stress groups, respectively. Different lowercase letters indicate significant differences at 0.05 level.
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图 2 PCA得分散点图（A）、PCA载荷图（B）、OPLS-DA得分散点图（C）以及OPLS-DA模型的置换检验结果（D）
CK 和 TT 分别表示对照组和 50 mg/kg Cd 胁迫组。
Figure 2. Scatter plot of PCA scores (A), PCA load plot (B), scatter plot of OPLS-DA (C), and OPLS-DA model permutation test results (D)
CK and TT represent control and 50 mg/kg Cd stress groups, respectively.
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图 3 差异代谢物火山图
Fold change：胁迫组和对照组车前差异标志代谢物含量比例。
Figure 3. Volcano plot for differential metabolites
Fold change: Proportion of metabolite concentrations in Plantago asiatica of Cd-stressed group compared to control group
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图 4 差异代谢物聚类热图
颜色由蓝到红表示代谢物的表达丰度从低到高；每列代表1个样本处理，每个格子代表1种代谢物。
Figure 4. Differential metabolite clustering heatmap
Colors from blue to red indicate abundance of metabolites from low to high. Each column represents one sample treatment, and each grid represents one metabolite.
表 1 KEGG 通路富集详情
Table 1 KEGG pathway enrichment
KEGG 通路
KEGG pathway代谢物数目
Number of metabolites通路 ID
Pathway IDP 值
P-value化合物
Compound嘌呤代谢 4 map00230 0.07 cpd:C00037甘氨酸
cpd:C00242鸟嘌呤
cpd:C00064 L-谷氨酰胺
cpd:C00086尿素丙酸代谢 3 map00640 0.14 cpd:C05984 2-羟基丁酸
cpd:C05235 羟基丙酮
cpd:C00099 β-丙氨酸半乳糖代谢 7 map00052 0.21 cpd:C00984 α-D-半乳糖
cpd:C00103 D-葡萄糖1-磷酸
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cpd:C05400蜜二糖
cpd:C05400蜜二糖
cpd:C00984 α-D-半乳糖磷酸肌醇代谢 2 map00562 0.28 cpd:C03546 D-肌醇4-磷酸
cpd:C00137肌醇磷脂酰肌醇信号系统 2 map04070 0.28 cpd:C03546 D-肌醇4-磷酸
cpd:C00137肌醇果糖和甘露糖代谢 2 map00051 0.28 cpd:C01487 D-阿洛糖
cpd:C00392甘露糖醇不饱和脂肪酸的生物合成 3 map01040 0.36 cpd:C00712油酸
cpd:C06427 α-亚麻酸
cpd:C01530硬脂酸神经活性配体-受体相互作用 3 map04080 0.36 cpd:C00037甘氨酸
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cpd:C00334 4-氨基丁酸嘧啶代谢 4 map00240 0.40 cpd:C00064 L-谷氨酰胺
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1. 徐皖菁，彭芳，赵豆豆，罗姣姣，陶珊，廖海浪，毛常清，吴宇，朱秀，徐正君，张超. 基于转录组和代谢组解析川芎对镉胁迫的响应机制. 中国农业科技导报. 2024(10): 98-109 . 
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